Cellular Culture Techniques (2005/2006)

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Teaching is organised as follows:
Unit Credits Academic sector Period Academic staff
Cellule animali 2 BIO/13-EXPERIMENTAL BIOLOGY 2° sem Chiara Dalla Pellegrina
Cellule vegetali 2 AGR/07-AGRICULTURAL GENETICS 2° sem Antonella Furini
Laboratorio di cellule vegetali 2 See the unit page See the unit page

Learning outcomes

Cellule animali:
Scopo del corso e’ fornire allo studente una panoramica delle moderne tecniche di coltura delle cellule animali e dell’utilizzo delle colture per la produzione e per la valutazione dell’attivita’ biologica di molecole di interesse biotecnologico. Il corso intende inoltre fornire allo studente alcuni cenni sull’uso delle colture cellulari in biomedicina con particolare riferimento alle colture delle cellule staminali.

Cellule vegetali:
Il corso introduce i concetti generali delle colture cellulari vegetali. Tratta l’utilizzo di ormoni per il differenziamento e dedifferenziamento delle cellule in vitro. Obiettivo del corso e’ altresi’ l’applicazione biotecnologica delle colture cellulari come la trasformazione genetica e la produzione di proteine eterologhe.

Syllabus

Modulo: Cellule animali
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La cellula animale
• Vantaggi e svantaggi delle colture di cellule animali rispetto alla sperimentazione con animali
• Colture primarie e il limite di Hayflick
• Trasformazione cellulare per l’ottenimento di linee stabilizzate
• Strumentazione e reagenti per le colture di cellule animali. Composizione dei principali terreni. Sieri animali e terreni sintetici.
• La contaminazione delle colture. Il rischio biologico associato alla manipolazione di cellule umane e le fondamentali procedure biohazard da utilizzare nel laboratorio
• Modelli qualitativi e quantitativi per la sperimentazione. Cenni sulla teoria statistica di Poisson. Applicazioni della teoria di Poisson negli esperimenti di diluizione limite
• Clonaggio di cellule per la produzione di anticorpi monoclonali. Quantificazione delle plasmacellule in vivo. Quantificazione del potenziale clonogenico di una popolazione di cellule tumorali
• Coltura di cellule su feeder layer. Colture massive in mini-bioreattori per la produzione di anticorpi monoclonali e di proteine in genere.
• Tecniche di immunofenotipizzazione.
• Tecniche fluorimetriche e strumentazione per l’analisi della fluorescenza: il citofluorimetro, la microscopia confocale e la fluorimetria per micropiastre
• Preparazione ed esecuzione di un esperimento con cellule animali: conta cellulare e stima della vitalita’ del campione, saggi di citotossicita’, misure della morte cellulare programmata e della necrosi
• Uso di cellule umane differenziate o differenziabili in vitro. Misure elettriche e di permeabilita’
• Coltura di cellule tumorali in 3 dimensioni: morfologia e proprieta’, saggi di citotossicita’
• Cellule staminali embrionali ed adulte. Tecniche di isolamento e purificazione e loro possibili applicazioni



Modulo: Cellule vegetali
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Lezioni frontali:
Organizzazione del laboratorio: area e strumenti per la preparazione dei mezzi di coltura. Coltura asettica. Metodi di sterilizzazione. Cappa a flusso laminare, camera di crescita e controllo dei fattori ambientali.
Composizione dei mezzi di coltura. Preparazione degli espianti, sterilizzazione, inoculo e trasferimenti. Influenza del tipo di espianto sulla crescita e lo sviluppo, influenza dei fattori fisici sulla crescita e lo sviluppo. Trasferimento dal mezzo di coltura al suolo.
Embriogenesi somatica, concetto di differenziamento e dedifferenziamento. Organogenesi diretta e indiretta. Coltura di calli, di cellule in sospensione. Coltura di protoplasti e ibridi somatici. Produzione di aploidi in vitro. Micropropagazione. Variazione somaclonale.
Trasformazione genetica per mezzo dell’agrobatterio, con metodo biolistico e per infiltrazione. Produzione di proteine eterologhe. Piante transgeniche e impatto ambientale.



Modulo: Laboratorio di cellule vegetali
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Preparazione dei mezzi di coltura, sterilizzazione in autoclave e per filtrazione.
Sospensioni cellulari, embriogenesi somatica.
Organogenesi diretta e indiretta.
Micropropagazione da bulbo, stelo, foglia e radice.
Preparazione di protoplasti.
Trasformazione genetica e analisi di piante transgeniche.

Assessment methods and criteria

Modulo: Cellule animali
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Alla fine del corso lo studente dovra’ sostenere un esame scritto a “domande aperte

Modulo: Cellule vegetali
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Prova orale e relazione scritta relativa ai risultati ottenuti dagli esperimenti di laboratorio

Studying